外伤性脑积水动物模型制作及其发生机制的探讨

隋峰1陈建2

隋峰1陈建2（通讯作者）

（1江苏省启东市人民医院神经外科江苏启东226200）

（2南通大学附属医院神经外科江苏南通226001）

【中图分类号】R651【文献标识码】A【文章编号】2095-1752（2013）22-0095-02

临床上很多脑外伤患者都会合并有不同程度的脑积水，脑积水发生后可加重脑外伤患者的病情，导致了致残、致死率的增加，其诊断因CT,MRI的应用而变得容易，但外伤后脑积水的真正机制还不清楚，目前认为严重创伤性脑损害并发脑积水的病理生理原因很多，其中脑室积血和蛛网膜下腔出血是两个重要因素。从临床上也观察到，颅脑外伤合并有外伤性蛛网膜下腔出血的患者并发脑积水的发生率明显高于单纯颅内血肿并发脑积水的患者，因此本文采用侧脑室穿刺注入自体血的方法制作外伤性脑积水动物模型，行头颅核磁共振追踪检查明确是否已形成脑积水。目的是在确定形成脑积水后利用光镜、电镜等各种实验手段探讨外伤性脑积水的发生机制，分析和认识外伤性脑积水发生的临床相关因素，可能有助于预见创伤性脑积水的发生、发展，判断脑外伤预后。

1材料与方法

1.1实验对象：实验采用30只成年健康清洁级SD大鼠【许可证号：SCXK（苏）2006-0002】，雌雄不拘，体重220～250g，由南通大学实验动物中心提供，标准饲养环境下饲养。

1.2实验方法

1.2.1设计：随机对照实验。

1.2.2实验分组：30只成年健康清洁级SD大鼠随机分为动物模型组24只，正常对照组6只。动物模型组24只大鼠随机分为A、B、C三组，A组大鼠8只，侧脑室穿刺后注入自体血0.2ml；B组大鼠8只，侧脑室穿刺后注入自体血0.4ml；C组大鼠8只，侧脑室穿刺后注入自体血0.8ml。

1.2.3模型制作：大鼠经腹腔注射复合麻醉剂（2μL／g）（南通大学基础医学院人体解剖教研室配置）麻醉后，头部固定于立体定位仪，头部褪毛后常规皮肤消毒，切开皮肤暴露前囟，以前囟后1.2mm，中线旁开1.5mm处为中心开边长为5mm的正方形骨窗，保持硬脑膜完整，固定穿刺针，在此点垂直进针3.6mm，回抽见脑脊液后采用断尾取血法取出自体血分别注入损伤组大鼠侧脑室中，制成外伤性蛛网膜下腔出血模型。穿刺大鼠均留针约5分钟后拔出穿刺针，所有伤口缝合，动物苏醒后送回实验动物中心使用颗粒饲料及自来水常规喂养，密切观察。

1.3脑积水形成的确认：

动物模型大鼠术后经头颅MRI追踪检查以确定脑积水的形成。其中术后1～3周MRI发现有脑积水形成者定义为急性型；术后4～6周形成者定义为慢性型。正常对照组大鼠行头部MRI扫描，作为正常大鼠头颅MRI影像学资料。实验场所：南通大学附属医院影像科核磁共振室；核磁共振机型号：GESigna3T。

1.4统计学处理：模型组大鼠形成脑积水比率采用x2检验，应用spss11.5统计软件工具包进行数据分析，显著性水准均为α＝0.05。

2结果

A组，B组大鼠苏醒后送于南通大学实验动物中心正常喂养，按术后第1、2、4、6周预定的时间行头颅MRI扫描，观察脑积水的形成情况，6只正常大鼠行头颅MRI扫描作为正常对照组。外伤性脑积水模型大鼠形成脑积水结果如下：A组8只大鼠经四次头颅MRI扫描，其中1只在术后第4周证实形成脑积水，其余7只均未出现脑室系统扩大即脑积水影像学表现，喂养6周后空气栓塞处死，手术取出脑组织肉眼观察，脑室系统及脑组织未见明显异常。

B组8只大鼠行头颅MRI扫描后发现：其中2只大鼠手术后1周在核磁共振下即出现侧脑室扩大，1只大鼠在术后2周开始出现侧脑室扩大的影像学表现，3只大鼠在术后第4～6周行头颅MRI扫描时发现有侧脑室扩大，2只大鼠喂养6周后未见出现脑积水的影像学表现。C组大鼠8只注入自体血0.8ml后，其中3只当即死亡，其余5只术后1～2小时后死亡。采用x2检验，P<0.01，有统计学意义，证明注血0.4ml后，形成脑积水的几率较大，成功率可达75%；本实验A、B两组模型大鼠脑积水的形成率为43.75%。

3讨论

实验性脑积水的动物模型的研究开展较早，最早的脑积水动物模型是1913年Dandy等使用棉球阻塞狗的中脑导水管而获得的。获得性脑积水模型最常见的构建方法为枕大池穿刺注射白陶土混悬液，这种技术方法经过不断改进目前已经相当成熟，在鼠、兔、猫、狗及猴等实验动物中均已获得成功。这种方法形成脑积水的机制主要是进入蛛网膜下腔的大量白陶土颗粒沉积在脑干周围及颅底的蛛网膜下腔，引起反应性炎症，导致脑干周围蛛网膜下腔粘连、梗阻形成脑积水。

蛛网膜下腔出血导致的脑室扩大是Riddoch和Gould在1920年首次发现的[1]，Badley[2]在1982年对此进行了系统阐述。关于蛛网膜下腔出血并发脑积水的临床发病率，有文献报道可达10%～34%[3]。颅脑外伤后并发脑积水的原因，目前普遍认为是颅脑损伤合并有蛛网膜下腔出血，血块多聚集于脑底池，机化和粘连，使脑脊液循环障碍。蛛网膜下腔出血也可波及大脑表面的蛛网膜颗粒，妨碍脑脊液的吸收[4]。基于以上思路，本实验主要是采用自体血注入侧脑室，制作成外伤性蛛网膜下腔出血动物模型，观察蛛网膜下腔出血后继发脑积水的发生几率，探讨此种方法模拟外伤性脑积水的可行性。通过预实验我们发现经侧脑室注入的甲基蓝广泛的分布于脑室系统及蛛网膜下腔，相当于脑脊液循环的整条通路，故采用此方法使血液充分分布于脑脊液循环通路，目的是为继发脑积水的形成创造相对的有利条件。

A组大鼠注入0.2ml自体血后只有1只形成脑积水，出现几率较小，考虑可能因注血量较少，血液随脑脊液的循环途径被代谢吸收，未能破坏脑脊液的正常循环通路而导致脑积水。B组大鼠注入0.4ml自体血后，其中3只大鼠在急性期（出血后一周）经头颅MRI扫描证实有脑积水形成；3只大鼠在慢性期（出血后4～6周）出现脑积水影像学表现。考虑可能的原因如下：⑴侧脑室注血后，蛛网膜下腔出血及脑室系统内积血形成血块，堵塞中脑导水管开口、第四脑室出口及基底池；血性脑脊液中的红细胞可能堵塞了蛛网膜颗粒，阻碍了脑脊液的吸收，上述原因均能影响脑脊液的正常循环，导致急性期脑积水的形成[5]。⑵蛛网膜下腔出血后，血液、蛋白质以及炎性增生反应，可造成蛛网膜粘连、纤维化，蛛网膜颗粒结构破坏，致使蛛网膜颗粒功能失调，脑脊液吸收障碍循环受阻，导致慢性期脑积水的形成[6]。

随着科学的进步和临床研究的深入，脑积水的发病原因及病理生理学基础逐渐清晰，但脑积水的发生机制研究方面博大精深，目前仍有众多相关因素有待进一步研究证实，由此看来外伤性脑积水动物模型的制作以及在此模型基础上针对外伤性脑积水发生机制开展的各项实验研究，将在减少脑外伤患者的致残、致死率，改善患者预后等方面具有较高的应用价值。

参考文献

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[3].PocaMA,SahuquilloI,MataroM,etal.Ventricularenlargementaftermoderateorsevereheadenjury：afrequentandneglectedproblem[J].JNeurotrauma,2005,22(11)：1303－1310.

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